葉綠素熒光成像技術已成為研究植物光合生理、表型分析等的儀器技術，如今市面上有很多自稱可以進行葉綠素熒光成像的設備，既有進口的，也有國產的，其中不乏存在一些忽悠、故弄玄虛、產品不成熟甚至存在嚴重缺陷并不被學術界認可（沒有參考文獻做支撐甚至根本沒有參考文獻）等問題，宣傳彩頁或者含糊其辭、或者亂加引用其它儀器技術的參考文獻圖片、甚至作假圖片等。如果購買了這樣的儀器設備，實驗成果很可能存在錯誤或漏洞和誤導、很難在國際學術期刊上發表等問題。本文主要針對葉綠素熒光動態成像技術，就如何選配葉綠素熒光成像儀器設備問題做一簡單介紹，所介紹的儀器設備都是國際上學術界普遍采用的、每年都借以發表大量文獻、被學術界廣泛認可的技術產品。

一、 葉綠素熒光成像技術的發展

1. 傳統葉綠素熒光儀

20世紀八九十年代，葉綠素熒光檢測技術逐漸成熟。目前主流的商用葉綠素熒光儀主要有以下三大技術路線：

（1）連續激發式（非調制式）熒光儀Direct Fluorometer，測量OJIP快速熒光曲線

（2）脈沖調制式熒光儀Pulse Amplitude Modulated Fluorometer，測量穩態熒光與熒光淬滅曲線

（3）雙調制式熒光儀Double-Modulation Fluorometer，時間分辨率2μs，測量快速熒光誘導曲線，如QA–再氧化動力學曲線、S-state狀態轉換等，同時兼容調制式與連續激發式

    其中FL6000（原FL3500）雙調制式葉綠素熒光儀無疑是目前功能全面、性能好的一類葉綠素熒光儀。可以在手持式小型儀器（FluorPen/AquaPen）中融合PAM脈沖調制和OJIP兩類測量技術，并集成PAR光合有效輻射和OD光密度傳感器，甚至可以在國際空間站上進行科研工作。

2. 葉綠素熒光儀的局限性

在多年的儀器使用研究之后，科學家們逐漸發現了葉綠素熒光儀有一些難以解決的局限性。

（1）葉綠素熒光儀僅能通過光纖測量樣品的一個點，無法展示樣品不同部位、結構的差異，更難以研究脅迫受損組織的分布以及受損部分和健康部分的差異。測量結果還容易因為不同部位間的差異造成誤差。

（2）熒光儀只能獲得熒光數據和動力學曲線圖，難以展現實驗處理在樣品上的分布情況。

（3）熒光儀要求測量樣品盡量平整，基本上只能測量葉片或者藻液，很難測量果實、花朵、果穗、種子、特殊植物器官（如捕蟲器官）、整株植物和冠層等，微觀上也不能測量單個微藻或植物細胞乃至單個葉綠體。

（4）面對大量小型樣品時，使用熒光儀一次只能測量一個樣品，工作量極大；而且很難直觀比對樣品間的差異。

3. 葉綠素熒光成像技術的出現與成熟

隨著Charge-Coupled Device(CCD)相機技術、電腦圖像分析技術以及LED光源板技術的成熟，從上世紀八十年代末開始，葉綠素熒光成像技術開始逐漸發展起來（Daley et al.1989; Raschke et al. 1990; Mott et al. 1993; Genty and Meyer 1994; Bro et al. 1995; Siebke and Weis 1995; Meyer and Genty 1998; Balachandran et al. 1994; Oxborough and Baker 1997；Nedbal 2004）。但這些研究一直局限于研究者實驗室使用，難以商業推廣，技術上也不成熟。

Ladislav Nedbal與Martin Trtilek等于20世紀90年代末期發明了與PAM技術相結合的葉綠素熒光成像技術（他們同時也是FL6000雙調制式葉綠素熒光技術的發明者），研制成功了第一臺FluorCam脈沖調制式葉綠素熒光成像儀（Nedbal，2000）并推出其商用型號。無論是葉綠素熒光書籍《Chlorophyll a fluorescence: a signature of photosynthesis》（Nedbal也是本書的合作作者之一），還是引用次數高達4600的葉綠素熒光研究綜述《Chlorophyll Fluorescence: A Probe of Photosynthesis In Vivo》都將FluorCam調制式葉綠素熒光成像技術的出現作為葉綠素熒光研究真正進入二維時代的里程碑。之后又出現了多個葉綠素熒光成像商用儀器，其中有些品牌現在已經銷聲匿跡。而FluorCam還一直是葉綠素熒光研究的優中之選，更是愈來愈發展壯大，已成為植物光合生理與表型分析研究儀器。 

二、 如何選配葉綠素熒光成像系統

在選配儀器時，我們都要考慮這樣兩個相互關聯的問題：

如何根據實驗設計選擇適用的葉綠素熒光成像儀器的型號和配置？

如何分辨葉綠素熒光成像儀器的優劣？

那么，面對廠家的宣傳，我們應該如何確定真正技術優秀又適用于自己的儀器呢？我們可以從以下四點逐一考察：

文獻發表情況

成像質量：熒光激發光源、成像傳感器與實際成像圖

軟件功能：測量參數及對應成像圖處理、無人值守自動測量等

擴展成像功能

1. 文獻發表情況

在進行實驗設計之前，我們都需要閱讀大量的文獻。這不但是為了從前人的研究中獲得實驗思路和靈感，也是為了從文獻中發現測量數據精確可靠、國際認可度高的儀器。這從發表文獻的數量和質量上可以有一個直觀的認識。

2019年-2021年，每年使用FluorCam葉綠素熒光成像技術發表的SCI文獻都保持在150篇以上。2022年更是達到200篇以上。其中國內科研院所利用FluorCam發表文獻量占比也在逐年攀升。這既說明中國科學家對FluorCam葉綠素熒光成像技術有認可度。 

這些發表的文獻中，中科院SCI期刊分區一區文獻（按文獻發表當年的中科院SCI期刊分區進行統計）數量同樣穩中有進。2020年至2023年5月，一區文獻發表量占同期全部發表文獻量的30%。這其中包括發表于The Plant Cell、Nature Communications、Nature Plants、Cell、PNAS、Molecular Plant、New Phytologist、Plant Physiology等頂級期刊的文獻。說明FluorCam技術發表文獻的研究水平之高。 

2. 成像質量：熒光激發光源、成像傳感器、實際成像圖

（1）熒光激發光源：光質（顏色）、成像面積、光強、光場均勻度

葉綠素熒光測量必須要用專門的熒光激發光源來激發熒光。根據用途，激發光分為測量光、光化學光和飽和脈沖光。在目前主流的葉綠素熒光成像儀器中，這些激發光都來源于儀器配備的LED光源板。

從光質（顏色）上來說，從紫外光到紅光都可以激發葉綠素熒光。但光合色素（包括天線色素和光反應中心的葉綠素a）有其特定的吸收峰，因此葉綠素熒光儀器一般使用的光質為：

紅光、藍光：對應葉綠素和類胡蘿卜素的吸收峰，也可用于研究植物對不同光質的響應

白光：模擬自然光；兼顧各種光合色素

其他波段光源：針對特定樣品，比如紅藻、褐藻等可選用590 nm琥珀光

具體到每種激發光，測量光是用來測量最小熒光F₀，而在激發F₀時，要求光反應中心不產生電荷分離和熱耗散，因此能級較低的紅光就是選擇。飽和脈沖光用來暫時關閉光系統反應中心，因此高能級的藍光或全光譜的白光更為合適。光化學光用來在測量過程中誘導植物發生光合作用，也就是模擬自然光照，因此紅光藍光均可，但光質無疑還是更接近真實自然光照的白光。

由此推薦的光源配置如下（有的葉綠素熒光成像儀器只能配備一種顏色的光源，那就沒有辦法了）：

測量光：紅光

光化光：紅光、藍光或白光（至少一種，可配多種，白光更接近真實條件）

飽和脈沖光：白光或藍光（一般一種即可）

FluorCam可以在一臺儀器中同時配備紅光+白光和紅光+藍光的雙色光源，還可以定制青光、綠光、琥珀光、深紅光、紫外光等各種不同光質的光源，而且每種光源均為專用的均勻陣列光源板。

同時，光源板的面積又是最佳成像面積的決定因素。FluorCam系統具備一系列不同成像面積的型號，從用來進行細胞級微觀熒光測量的顯微鏡，到進行大型作物與冠層測量35×35cm成像面積的大型平臺，均配備的專門對應設計的LED光源板。

而光強、面積、光場均勻度這三個方面是相互聯系的。光化學光一般要求最高達到1500-2000 µmol/m2.s，飽和脈沖光一般要求最高達到3000-5000 µmol/m2.s。但由于葉綠素熒光成像是在一個二維空間上進行同步檢測的，因此就要求在一定的成像面積上達到足夠的光場均勻度。那么這個光場均勻又能保證足夠光強的成像面積是由什么決定的？這絕不是廠家宣傳資料上隨便說的，這需要一系列軟硬件技術的支持。

首先，點光源的光場必然會隨距離衰減。因此對于葉綠素熒光成像儀器使用的光源板必須是均勻排列的LED陣列，而且每塊LED光源板的面積至少要和成像面積一樣大。這樣點光源陣列的光場疊加才能保證相同成像面積中的光場是均勻的。如果光源陣列本身就不是均勻的，那么怎么可能保證光場是均勻的呢？

但由于光源光場的邊際效應，僅僅這樣還是不夠的。為了獲得更好的成像效果還需要有更進一步的技術保障。一種方法是使用兩塊同等面積的LED光源板各自斜向45°相對排列，使同等面積上疊加的LED數量提高一倍。比如FluorCam開放式和封閉式葉綠素熒光成像系統就是使用這種方法，4塊13×13或20×20cm的光源板兩兩成組，保證相應成像面積中光場的均勻度。另一種方法是增加光源板的面積。比如FluorCam大型葉綠素熒光成像平臺使用大于70×70cm的光源板來確保成像中心35×35cm的光場均勻度。

（2）成像傳感器

目前主要的成像傳感器有CCD和CMOS兩種。兩種傳感器各有優劣。目前，熒光成像類儀器是以CCD傳感器為主。

成像傳感器有兩個關鍵技術指標：圖像分辨率與成像速度。更高的圖像分辨率能夠獲得更清晰的熒光成像圖。那么成像速度的重要性在哪里呢？

葉綠素熒光是一種比較特殊的熒光，由于它的強度與光合電子傳遞鏈的生理狀態密切相關，在測量過程中會快速而劇烈的變化，其強度的變化曲線被稱為葉綠素熒光動力學曲線。從數據的準確度上考慮，成像速度直接關系到CCD能夠靈敏捕捉到曲線的動態變化。因此，CCD成像速度的重要性還要高于圖像分辨率。

而這兩項技術參數是有一定的相互影響的。一般來說，圖像分辨率過大，必然會降低成像速度。因此在這兩者之間，需要取得一個平衡。有的CCD傳感器為了解決這一問題，采用了binning像素合并的數據處理方式，就是將一定數量（2的n次方）的像素點合并為一個像素點輸出數據，從而提高成像速度，但實際獲得成像圖的分辨率也要降低同樣的倍數。

某品牌葉綠素熒光成像儀器宣稱其圖像分辨率為1392×1040像素，成像速度為30幀/秒。但實際上1392×1040像素是在1×1 binning模式下，而30幀/秒則是在2×2 binning模式下。其在測量葉綠素熒光時為了確保成像速度，只能在2×2 binning模式下測量，最后得到的成像圖只有696×520（1392/2×1040/2）。FluorCam則可以在1360×1024的圖像分辨率下確保20幀/秒的成像速度。這是經過反復測試后獲得的最佳平衡。

（3）實際成像圖

有的老師可能發現，某些品牌的葉綠素熒光成像儀器宣傳資料上的成像圖絢麗多彩、搖曳生姿。但其發表文獻中的成像圖卻是模模糊糊一大團，不要說像FluorCam這樣分辨出葉肉和葉脈，甚至連病斑、老葉幼葉都無法區分。從CCD和光源的技術參數上看起來沒有什么問題啊？這是什么原因？ 

我們先不考慮虛假宣傳的問題，只從技術的角度來分析一下這個問題的原因。

目前的葉綠素熒光成像技術實際上是特指PAM脈沖調制式葉綠素熒光成像技術。只是對葉綠素熒光進行簡單地成像是沒有什么技術難度的。但是，只有通過PAM脈沖調制技術才能獲得真正準確的熒光成像圖與對應的數據。

PAM，即Pulse Amplitude Modulation脈沖振幅調制或脈幅調制。PAM實際上是一種信號檢測方式。PAM脈沖調制式葉綠素熒光成像儀器在工作時，測量光按照一定的調制頻率，以閃爍的光脈沖形式照射植物樣品，成像CCD與測量光要進行嚴格地脈沖調制，即只記錄測量光激發的、與測量光同頻的熒光信號。

葉綠素熒光測量應用PAM技術的目的是：

調制后的測量光不會激發光反應中心電荷分離，從而測量真實的F₀

能夠測量光適應條件（開啟光化光）下的熒光，從而獲得完整的熒光淬滅動力學曲線，計算相關參數，如QY、NPQ、qP、Rfd、ETR等

那么如果一臺葉綠素熒光儀器不是真正的PAM脈沖調制技術會怎么樣呢？不但成像圖質量大打折扣，同時由于最基本的最小熒光F₀（也稱為原初熒光，可以認為是葉綠素熒光的本底值）無法測準，后續所有基于F₀計算的熒光參數全部都不可靠。這樣的儀器就算是發表了文獻，經常會出現超出葉綠素熒光參數理論范圍的結果。這樣的數據結果和成像圖又如何支持實驗研究的結論呢？

所以說，不看廣告看療效。我們不能一味地相信廠家標稱的技術參數，就如同我們買手機電腦不能單純看硬件配置，更要關注品牌型號一樣。而對于葉綠素熒光成像儀器，方法就是找一下相關的文獻，看一看實際的成像圖效果與對應的數據結果。

3. 軟件功能：葉綠素熒光參數及對應成像圖、無人值守自動測量、

1） PAM脈沖調制式葉綠素熒光參數

    基于不同的實驗目的，我們可以選擇不同的Protocol獲取熒光參數及對應的成像圖：

Fv/Fm：測量參數包括F₀，Fm，Fv，QYmax（Fv/Fm）等葉綠素熒光參數

Kautsky誘導效應：F₀，Fp，Fv，Ft_Lss，QY，Rfd等葉綠素熒光參數

Quenching熒光淬滅動力學分析：F₀，Fm，Fp，Fs，Fv，F₀’，Fm’，QYmax（Fv/Fm），QY，NPQ，qN，qP，Rfd，qL等50多個葉綠素熒光參數

Light Curve光響應曲線：不同光強梯度條件下Fo，Fm，QY，QY_Ln，ETR等葉綠素熒光參數

在熒光淬滅動力學測量時，還有一個難題，就是如何測量光適應條件下的最小熒光F₀’。由于這光適應條件下，難以讓測試樣品達到原初狀態，就沒辦法直接測量F₀’。這不是PAM技術本身可以解決的。因此，由于技術限制，很長一段時間內葉綠素熒光儀器都不能直接測量F₀’。1997年，Oxborough和Baker提出了一個F₀’的估算公式：

之后的一系列研究證明，這個公式估算得到的數據是可信的。但這個數據終究不是直接測量得到的。在很多研究尤其是光系統狀態轉換研究中，這樣的數據是不能使用的。隨著技術的進步，FluorCam通過配備專用的遠紅光源板進行調制照射，使測量樣品達到原初狀態，從而實現對F₀’進行實測。從另外一個方面說，沒有配備遠紅光源或者是雖然有遠紅光，但不能對其進行調制測量的葉綠素熒光儀或者熒光成像儀都是不能實際測量F₀’的。

2） 自定義編輯protocol與參數

對于特定光合作用機制的深入研究，一般常用的測量Protocol可能就無法滿足需要了。比如中科院植物所光合作用研究中心、河南大學和瑞士日內瓦大學合作，研究擬南芥內腔硫醇氧化還原酶LOT1與絲氨酸/蘇氨酸蛋白激酶的功能性氧化還原鏈接。光合有機體為了應對光強和光質變化，需要進行狀態轉換來優化光合產額并減輕光損傷。而這一過程與之密切相關。因此通過光合系統狀態轉換過程中葉綠素熒光的動態變化是研究這一過程的最佳方法。

本研究通過FluorCam自定義編輯protocol功能，實現了光合狀態轉換的光照模擬與熒光動力學曲線檢測（上圖A、B），同時自動計算了狀態轉換參數qST（上圖D）并生成了相應成像圖（上圖C），并與最大光化學效率Fv/Fm進行了對比（上圖F），為本次研究提供了極為重要的數據證明。

3） 熒光成像圖模式

FluorCam軟件可提供不同的成像數據處理模式以供用戶獲得實驗需求的彩色成像圖：

n 基于每個像素的數據生成成像圖：這種模式能夠非常直觀的顯示植物不同部位的熒光差異，模式。如下左圖。

n 基于每個樣品的平均數據生成成像圖：這種模式下，每個樣品以其平均數據只顯示一種顏色，而不顯示其內部差異。這種模式非常適用于大量樣品的快速篩選。如下中圖和下右圖。

FluorCam軟件還可以按不同的彩色標尺生成不同顏色范圍的成像圖：

n 全光譜彩色標尺：紅色-綠色-藍色-黑色的包含全部可見光色彩。這是對比度最好也是發表文獻標尺。

n 多種內置彩色標尺：如紅藍、紅黃藍、白藍、白黑等不同標尺，根據實際需要選配。如白黑灰度標尺可以非常直觀地顯示發出熒光的部位。

n 自定義標尺：軟件允許用戶自己設置不同的標尺。比如綠黑標尺，可以模擬顯示GFP綠色熒光的實際激發熒光圖。

4） 無人值守自動測量

在脅迫等實驗處理后，植物樣品會隨時間逐漸變化。如果用人工來測量這一動態變化過程的話，對人力損耗很大，時間上也難以精確。FluorCam提供無人值守自動測量功能則可以讓研究者很輕松地進行這一類實驗。 

5） 圖像定量分級（閾值分割）

植物樣品在實驗處理后，不同部位的受損程度不同。FluorCam軟件提供閾值分割的方法來將成像圖進行定量分級。比如將受脅迫的葉片按葉綠素熒光參數（如Fv/Fm）分為受損部位和健康部位，受損部位再進一步分為嚴重受損、中度受損和輕度受損。軟件可以輸出每種級別的成像圖、平均熒光數據和實際面積。 

4. 擴展成像功能

如果一臺葉綠素熒光成像儀器還能進行其他成像測量，一臺儀器能當多臺用，那不是大賺了嗎？那么讓我們看一下，以現在的葉綠素熒光成像技術而言，我們還能擴展哪些成像測量功能。

1） PAR吸收率成像

我們都知道葉綠素熒光參數電子傳遞速率ETR=Φ_psII×PAR×0.5×leaf PAR absorptivity。一般的公式中會默認植物光合有效輻射吸收率（PAR absorptivity）為0.84。但這僅僅是一個經驗數據。對于不同植物、植物的不同部位、不同生理狀態和生長階段，其吸收率都是不同的。因此在實際應用中，光合有效輻射吸收率應該進行實測。光合有效輻射吸收率的實測是應用了植物反射光譜的原理。植物對紅光是高吸收的，而對于近紅外光則是高反射的。因此，通過紅色光源與紅外光源照射植物樣品，測量植物樣品對每種光源的反射率，根據公式計算得出光合有效輻射吸收率。其計算公式為：

FluorCam通過配備專用的紅色與紅外光源板、相應的濾波輪和濾波片實現了對PAR吸收率以及NDVI植被歸一化指數的成像，不但使ETR的計算結果更加真實可信，而且PAR吸收率和NDVI的變化也可以直接反應植物結構生理和葉綠素含量的改變等。

2） GFP、YFP、RFP、DAPI等熒光蛋白或熒光染料成像

在進行轉基因植物研究時，經常需要用到GFP等各種熒光蛋白或熒光染料。以前在鑒定這些熒光蛋白表達時一般都是使用熒光顯微鏡對每一個樣品逐一篩查，工作量很大。FluorCam由于能夠配備多種不同波段的激發光源和相應濾波片，具備了對熒光蛋白的高通量宏觀篩查的能力。同時由于其具備的熒光定量分析功能，還能對熒光蛋白的表達進行相對定量分析。 

3） UV-MCF紫外激發多光譜熒光成像

二十世紀八九十年代，植物生理學家和園藝學家對植物活體熒光——主要是葉綠素熒光研究不斷深入。當科學家使用UV紫外光對植物葉片進行激發，發現植物產生了具備4個特征性波峰的熒光光譜。這4個特征性波峰的波長分別為藍光440nm（F440）、綠光520nm（F520）、紅光690nm（F690）和遠紅外光740nm（F740）。這個特征激發熒光光譜就稱為多光譜熒光（Multi-color Fluorescence）。

進一步的研究發現，多光譜熒光與植物次生代謝總體水平、葉綠素濃度、脅迫早期指示等密切相關（Pineda, 2008），尤其在各種脅迫因素的早期識別與抗性評估中表現極為靈敏。

在最近十年間，西班牙國家研究委員會（CSIC）已經利用FluorCam多光譜熒光成像技術結合FluorCam葉綠素熒光成像技術、熱成像技術，對多種蔬菜、水果的病害、養分、氣候變化適應等開展了大量的研究。 

4） 雙調制式葉綠素熒光成像

如前文所說，PAM熒光淬滅動力學曲線、OJIP快速熒光動力學曲線和QA-再氧化動力學曲線分析是葉綠素熒光技術的三大主要測量技術路線，分別對應光系統運行機理的不同方面。與PAM熒光淬滅分析主要針對光系統運行中較慢的光合穩態與熒光淬滅不同，OJIP快速熒光動力學曲線和QA-再氧化動力學曲線分析都需要非常高的檢測速度。

OJIP快速熒光動力學曲線測量要求對樣品經過暗適應后的最小熒光上升到最大熒光這一過程進行快速檢測。QA-再氧化動力學曲線測量是運用STF（single turnover flash，單周轉光閃）測量光系統II中QA再氧化過程中熒光產額的衰減曲線，從而衡量QA傳輸電子的能力。

這兩種動力學分析在葉綠素熒光儀上是相對比較容易實現的。FL6000雙調制葉綠素熒光儀就可以同時實現這三類動力學分析。但由于成像CCD元件的成像速度限制，一般葉綠素熒光成像儀器根本無法達到。國際上僅有FluorCam的兩個型號——FluorCam封閉式熒光成像系統和FKM多光譜熒光動態顯微成像系統通過泵浦成像技術分別實現了葉片層次與細胞層次的OJIP和QA-再氧化動力學曲線的擬合成像測量并得到國際學界的認可。

2019年，捷克科學院Küpper教授與PSI公司合作，將超高靈敏度成像傳感器與葉綠素熒光成像技術結合，實現了在640×512圖像分辨率下高達4000幀/秒的葉綠素熒光成像速度。這一技術實現了真正的OJIP快速熒光誘導動力學曲線和QA-再氧化動力學曲線成像測量

5） FKM多光譜熒光動態顯微成像

目前主要的葉綠素熒光成像儀器都是針對宏觀樣品進行測量的。但很多研究中希望能夠對單個微藻、大型藻或植物細胞乃至單個葉綠體直接進行葉綠素熒光成像測量，從細胞微觀尺度對光合作用進行研究。于是，將FluorCam熒光成像技術與生物熒光顯微成像技術有機結合的FKM多光譜熒光動態顯微成像技術便應運而生。 

FKM技術在藻類方面的一個突出研究成果是對藍藻異形胞的持續研究，弄清了異形胞分化過程中光合特性的變化以及與藍藻固氮的相互關系，乃至助力培育高固氮能力的藍藻新品種。 

在高等植物方面，FKM技術則廣泛應用于各種特殊的微觀光合結構的功能研究，如秋海棠藍色葉片中的特殊質體、玉米葉片“花環"結構等。

三、 FluorCam 1300植物葉綠素熒光與多光譜熒光成像系統

時至今日，葉綠素熒光成像技術依然在不斷更新升級。最后，我們簡單介紹一下FluorCam系列的成果。

FluorCam 1300植物葉綠素熒光與多光譜熒光成像系統是FluorCam葉綠素熒光成像技術的最新升級產品。無需更換配件即可實現PAM脈沖調制式葉綠素熒光、UV-MCF紫外激發多光譜熒光和GFP、RFP、YFP等熒光蛋白和熒光染料的成像分析。測量對象包括葉片、果實、花朵、麥穗、整株小型植株、苔蘚、微藻、大型藻類乃至特定的動物樣品。

功能特點：

n FluorCam 1300同時具備葉綠素熒光激發光源組、多光譜熒光激發光源組和熒光濾波器組，無需更換任何配件即可同步實現多激發光-多光譜熒光成像功能：

? PAM脈沖調制式葉綠素熒光成像

? 紫外激發F440、F520、F690、F740多光譜熒光成像

? GFP、RFP、YFP等常用熒光蛋白成像

n 一體式設計，自帶暗適應箱體

n 最佳成像面積：20×20cm

n 葉綠素熒光激發光源組：

? 測量光：620nm紅光

? 光化學光：620nm紅光、5700K冷白光，最大光強1500µmol(photons)/m2.s

? 飽和脈沖光：5700K冷白光，最大光強5000µmol(photons)/m2.s

? 735nm遠紅光，用于測量光適應條件下的最小熒光F₀’

n 多光譜熒光激發光源組（選配）：6色集成光源，每個光源同時具備6種不同波長的光發射能力，包括365nm紫外光，445nm品藍光，470nm藍光，505nm青光，530nm綠光，590nm琥珀色光

實測成像圖：不同顏色凌霄葉片的熒光成像分析